该属甲烷养菌的热驯化Methylobacter

唯一已知的生物CH₄水槽是利用CH的甲烷养菌₄作为一种能源和碳源[1，2］．好氧甲烷养菌属于γ -变形菌门、α -变形菌门和疣菌门。这些细菌存在于土壤、湿地、水、稻田、垃圾填埋场、污水和沉积物中，消耗地下生物源或热源CH₄或者直接从空气中获取气体[3.］．甲烷养菌氧化CH₄使用细胞质可溶性甲烷单加氧酶或膜结合颗粒甲烷单加氧酶(sMMO或pMMO)，并通过核酮糖单磷酸途径、丝氨酸途径或Calvin-Benson-Bassham循环固定碳[3.］．

γ变形菌属的成员Methylobacter在许多生态系统中，包括泥炭土壤、苔原、池塘、湖泊、冰下沉积物、湖泊沉积物、稻田和垃圾填埋场中，已被确定为最丰富和最活跃的甲烷养菌[4，5，6，7，8，9，10，11］．这些环境是全球甲烷(CH₄)排放，负责431 Tg CH₄年^－1(自下向上估计1978-2019年全球平均值)[12］．高排放的生态系统通常有高溶解的CH₄浓度(>100µM) [13，14，15，16]，意思是Methylobacter这些物种经常暴露在CH环境中，并且可能已经适应了CH环境₄饱和吸收。

土壤既有稳定的温度，也有受昼夜循环、天气变化和季节驱动的较大温度波动，并取决于土壤类型、深度、纬度和海拔[17，18，19，20.］．温度变化对土壤CH的影响很大₄氧化率已被观察到，例如，从垃圾填埋场的强烈温度响应[21]及海洋沉积物[22]对多年冻土的不同响应[23]和轻微的大气CH影响₄森林土壤中的浓度[24]或高CH₄泥炭的浓度[25］．甲烷养菌的温度响应与土壤类型和CH有关₄浓度(26］．此外,CH₄氧化已经被观察到比CH更敏感的温度₄活动层冻原土壤的生产，但这种温度敏感性的潜在细胞机制尚未被研究[23］．尽管微生物的热适应(也称为热适应和热适应)显然很重要[27，28])，我们还不清楚甲烷养菌如何对温度变化进行生理调节，以及这与底物周转和生长之间的关系。

细菌对温度的反应发生在许多层面，例如影响酶氨基酸组成的基因变化[29]、影响细胞结构、代谢潜能或酶动力学的水平基因转移[30.]、膜脂肪酸组成的改变[31]，以及基因表达模式或调控网络的改变[32］．例如，在对短期冷休克的反应中，一些细菌适应DNA曲率，并有利于冷反应转录本的翻译[33］．细菌细胞也被证明生长到更大的尺寸，并维持更大的细胞内ATP池，以弥补低温下的动力学限制[34，35］．一些研究表明，碳和储能聚合物的积累可以在微生物的热驯化中发挥作用，例如，低温(<10°C)缺氧泥炭中聚羟基烷酸(PHA)储存的转录上调[36]， PHA在高温(30-37℃)下的积累以甲烷富营养化为主Methylocystis［37]，糖原的储存作为低温下的生存机制大肠杆菌［38］．

细菌对包括温度在内的变化条件的细胞反应的核心是遗传信息处理机制[39]，包括DNA到RNA的转录和RNA到蛋白质的翻译。核糖体调谐是通过研究大肠杆菌作为一种主要的细胞工具，以优化生长速度和生理状态，以应对外部条件的变化，包括温度(例如，[40，41])。最近，对土壤微生物对长期变暖的响应的研究表明，在较高温度下的较高生长速度伴随着核糖体数量的减少[42]，证实了蛋白质生物合成机制的调节是自然界中一种重要的热适应机制。然而，到目前为止，我们对核糖体调节热驯化的认识主要局限于对模式生物的研究大肠杆菌．

由于有相当大的CH₄摄取，包括消耗高达90%的产生的CH₄在湿地[43]和大气CH₄土壤的吸收[44]，甲烷养菌是最重要的CH之一₄-地球上的碳汇[45］．由于这些微生物经常暴露在土壤表层的温度变化中，它们的生理调节方式可能对全球CH产生显著影响₄骑自行车。根据他们频繁的检测报告[3.]，属的成员Methylobacter可能对生物CH₄下沉。然而，我们对温度对甲烷营养生物生理的影响的认识是非常有限的。

在这里，我们研究了如何Methylobacter适应不同的温度和CH₄相对生长和CH的浓度₄用三种菌株进行氧化动力学实验Methylobacter物种。此外，为了了解哪些细胞机制被调节以适应热适应，我们对其中一个菌株进行了一系列的温度实验，包括转录组学和细胞大小和细胞含量的测量，Methylobacter tundripaludumSV96^T．

环境分布Methylobacter温度对生长和CH的影响₄三氧化动力学Methylobacter菌株

通过筛选地球微生物组计划(EMP)中可用的数据[46]，我们观察到广泛分布的Methylobacter类16S rRNA基因序列(图S1)，占所有23,813个筛选EMP样本的17%(补充数据集(SD) A:表A1)，并包括1355个独特地理位置中的256个(SD A:表A2)．Methylobacter-like序列在淡水中最为常见(占数据库中所有淡水样本的64%)(SD A:表A3.)，在淡水中亦最为丰富(SD A:表A1)．据此，会员Methylobacter在环境研究中经常观察到[3.]和类型菌株种类m . tundripaludum(SV96^T) [47]在湿地、湖泊和其他高ch中很常见₄环境(4，5，6，7，48］．高丰度和全球分布Methylobacter在淡水环境中，表明CH在全球范围内具有重要作用₄因为这些是CH的热点₄占人类和天然CH总量的42%₄排放(49］．

目的:研究热驯化对植物生长和CH的影响₄我们比较了这些环境重要微生物的生长动力学和CH₄三种不同的氧化动力学Methylobacter菌株,Methylobacter tundripaludumSV96^T，Methylobactersp. G7，以及m .危害ACM 3304^T(见图S2实验设置)。

Methylobacter tundripaludumSV96^T源于北极泥炭，其生长温度范围表明耐冷性，生长最佳温度为15至25°C [47］．其系统发育pmoA基因(编码pMMO β亚基的常见标记基因)将该菌株置于与大多数特征菌株不同的分支中Methylobacter物种,包括Methylobacter危害而且Methylobacter whittebury(无花果。3.)，正如先前使用系统基因组学所显示的[50］．在实验中m . tundripaludumSV96^T，我们比较了growth和CH₄在8、15、21和27°C之间，7种溶解CH的氧化Michaels-Menten动力学₄浓度由0.003毫米至0.25毫米不等(n= 84次孵育，每次孵育4次时间点测量)。在CH₄-吸收饱和度(V_{马克斯(应用)}:“app”，表示元胞V_马克斯)，比生长在15°C时最快，其次是21°C、8°C和27°C。1，图S4B:表B1)．在CH₄浓度低于~0.005 μ M时，8°C下的比生长速率高于其他温度(图2)。1，图S4)．CH₄氧化速率也随温度和CH的变化而变化₄浓度(图。1 bB:表B2)．在CH₄-摄取饱和度，最高细胞CH₄消费率(V_{马克斯(应用)})分别在15℃、21℃、8℃和27℃时被检测到。1 b图S4B:表B2)．在低CH₄浓度(低于0.005 μ M)时，我们只观察到CH的微小差异₄温度之间的消耗。因此，生长效率(每个CH的细胞分裂数₄分子氧化，用四参数物流曲线建模)₄8°C和15°C时的饱和度远低于21°C和27°C时(图2)。1 cB:表B3.)．生长效率随CH的降低而增加₄在所有温度下，其浓度在8℃时增幅最大，其次分别为15℃、27℃和21℃。这个观察，在高CH₄在高温(21和27°C)下生长效率最高，而在低CH条件下₄浓度最高的生长效率在低温(8和15°C)下被发现，这意味着细胞资源分配的巨大变化，因此CH₄由于温度和CH的变化而消耗₄浓度。这也与一个提出的模型不一致，在该模型中，快速和缓慢的增长被认为是低效的，而最高的效率是在中等增长率下获得的[51］．

MethylobacterG7与…密切相关m . tundripaludumSV96^T，pmoA基因系统发育将这些菌株置于同一支系(图S3.)．它起源于靠近斯瓦尔巴群岛朗伊尔城(78°13′00″N 15°38′00″E)的G7煤矿内的生物膜。Methylobactersp. G7迄今尚未作为一个新物种发表，但其基因身份为m . tundripaludumSV96^T(94.4%pmoA而16s rRNA基因为98.9%)与不同的磷脂脂肪酸(PLFA)谱相比较m . tundripaludumSV96^T(SD B: Table B .4)暗示它可能代表一部小说Methylobacter物种。这个实验Methylobactersp. G7的设立方式与for相同m . tundripaludumSV96^T（n= 84)。然而，该菌株在27℃时不能生长，因此这些实验分别在4、8、15和21℃进行。增长率最高的MethylobacterCH下的sp. G7₄饱和度分别为8°C、4°C、15°C和21°C。1 d，图S5B:表B5)．最高的CH₄CH下的氧化速率₄在21°C和8°C，其次是15°C和4°C(图2)。1 e，图S5B:表B6)．这表明在4℃时生长效率最高，其次是8℃、15℃和21℃₄浓度饱和(图;1 f，图S5B:表B7)，与的相对m . tundripaludumSV96^T(无花果。1 c)．然而,像m . tundripaludumSV96^T的生长效率Methylobacter随着CH的降低，G7显著升高₄浓度。

Methylobacter危害是一种中温物种，与其他两株菌株分开聚集(图S3.)，并可在淡水、海洋沉积物、污水及堆填区等中找到[48，52］．m .危害ACM 3304^T具有与其他两种菌株不同的PLFA剖面(补充数据集B, Table B4)．实验(n84)与…m .危害ACM 3304^T(原本与污水隔离[3.])表现出最高的细胞分裂和CH₄CH下氧化速率₄27°C的饱和度，其次是21°C, 15°C和8°C(图。1G和H，图S6表B8和B9)．CH下生长效率最高₄在15°C时观察饱和度(图;1我，图S6B:表B10)，其次是21°、8°和27°C。我们观察到，随着CH的改变，生长效率只有很小的变化₄浓度m .危害ACM 3304^T，除了在15°C时生长效率有较大的提高外，我们几乎没有看到随温度的变化，证实了的热驯化策略m .危害ACM 3304^T与其他两种菌株有很大不同。但温度对CH的影响较大₄每个细胞的消耗对所有三个菌株都是相同的(图。1b e h)．

通过比较三者的增长效率Methylobacter我们可以证明热驯化如何影响CH₄吸收速率。例如，我们看到大量额外的CH₄被消耗m . tundripaludumSV96^T15°C和8°C，以支持较高CH的生长₄浓度，相对于21和27°C。与其他温度相比，在21°C时也是如此Methylobactersp. G7(图;1B和E)．从生理上讲，最大限度地提高生长速度是低效的，例如，在需要更多蛋白质来加快生长速度的情况下[40]，但当资源充足时，这种策略是有益的。另一方面，m . tundripaludumSV96^T而且Methylobactersp. G7都进化出了适应策略，其中最有效的生长发生在低温和低CH₄浓度(无花果。1C和F)．高效增长意味着低CH₄因此，我们的结果表明，由于自然界的温度变化，从低效生长到高效生长的转变可以导致较低的CH₄氧化速率，反之亦然。为m .危害ACM 3304^T，温度对CH的影响₄相对于其他温度，15°C的生长效率更高。这意味着温度从25°C下降到15°C将减小a的大小m .危害ACM 3304^T主导CH₄在每个细胞的基础上，大量的下沉，不是因为菌株不能在温度下工作，而是因为它生长得更有效。这进一步说明一个品系的竞争力与其CH并不一定相关₄消费。因此，当CH₄产量通常会随着温度的升高而增加[53]，我们的数据证明CH₄由于生理原因，氧化速率可能并不总是相关的，这可能解释了温度对CH影响的一些不同观察结果₄环境研究中的氧化现象(例如，[23，25])。

细胞大小及RNA和DNA含量m . tundripaludumSV96^T

我们把注意力转向m . tundripaludumSV96^T用于更深入地研究与热适应有关的细胞机制。几十年来，人们对包括藻类和细菌在内的微生物进行了观察，这些微生物的大小随着温度的变化而变化(例如，[54，55])。对于8°C和20°C的温度，我们测试了这是否也是如此m . tundripaludumSV96^T．我们观察到轻微但显著的宽度下降(平均5%，n= 222-263)和长度(平均10%，n= 222-263)。2)．然而，尽管细胞大小存在差异，但我们并没有看到培养物的光密度有一致的差异，这可能是由于光密度测量中低百分比变化和技术可变性的结合。

然后，我们准备在8、15、21和27°C和饱和CH下进行转录组学实验₄浓度(>0.1 mM溶解CH₄)在指数增长期间。生长实验(图S7一个， SD B，表B11)，以测试在这些条件下是否能观察到与生长动力学实验相同的温度响应(图。1图S4)．生长实验结果显示，8°C和27°C的生长速率无显著差异(0.035和0.038细胞分裂)⁻¹h⁻¹15℃和21℃时，细胞分裂率分别为0.085和0.095⁻¹h⁻¹分别)。虽然这些速率低于生长动力学实验的模型预测(生长V_{马克斯(应用)}: 0.0699和0.0612细胞分裂细胞⁻¹h⁻¹8°C和27°C时，细胞分裂率分别为0.1128和0.1044⁻¹h⁻¹在15°C和21°C时)，不同温度下的速率之比相似。这证实了温度反应是一致的，因此在实验之间具有可比性，因此我们继续从培养的细胞中提取转录组学的总核酸。在RNA纯化之前，我们测量了RNA和DNA的数量。每10个DNA数量⁸细胞在不同温度之间没有显著差异(p> 0.08)，而RNA数量在所有温度之间存在显著差异(p< 0.05)， 21和15°C除外(p= 0.06)， 15°C和21°C时RNA含量最高，27°C和8°C时RNA含量次之。2 bB:表B12)．相应的，RNA与DNA的比例m . tundripaludumSV96^T在8°C、15°C、21°C和27°C时，其平均值分别为2.3、3.7、3.6和2.8。2摄氏度B:表B12)和RNA:DNA的比例在8°C和27°C时明显低于15°C和21°C时(p< 0.05)。细胞总RNA的变化反映了核糖体RNA (rRNA)的变化，因为大多数细菌RNA是rRNA (82-90%) [56］．核糖体RNA可构成高达20%的细胞干重[57]和核糖体蛋白质占总蛋白质的20-40% [40］．因此，调节细胞核糖体浓度是优化生长速率的关键因素大肠杆菌［40］．我们的研究结果表明m . tundripaludumSV96^T在允许生长的温度范围的较高一端(27°C)和较低一端(8°C)降低其细胞rRNA浓度，同时在最佳范围(15和21°C)保持相似的浓度。同样,在大肠杆菌，细胞核糖体浓度在生长最佳温度附近保持不变，但在较高和较低的温度下下降，因为一些资源被转移到其他生理过程，包括应激反应，这些过程是在次最佳条件下维持高生长速率所必需的[58］．

中枢碳和能量代谢

确定除了rRNA之外，哪些生理成分在热适应中被调节m . tundripaludumSV96^T，我们对不同温度下的3个mRNA富集转录组进行测序(图S2)，共得到12个mRNA文库。rRNA缺失后，mRNA的比例从30到99%不等，留下220万到1530万个mRNA reads与rRNA对齐m . tundripaludumSV96^T基因组(SD B: Table B .13)．

我们观察到编码pMMO和甲醇脱氢酶的基因在15°、21°和27°C与8°C相比出现了上调(上调或基因表达增加指转录数显著增加)(图。3.C:表C1)．高氧化率(V_{马克斯(应用)})在8°C(图S4尽管pMMO低表达(图;3.)和在此温度下每个细胞的核糖体更少(图。2 b)相对于21°C和27°C(图S4)，建议m . tundripaludumSV96^T可携带低温适应的pMMO。高pMMO表达组合(图;3.)和高细胞核糖体含量(图;2)对应的细胞CH值最高₄氧化速率(V_{马克斯(应用)}= 0.36 μ mol CH₄10⁸细胞⁻¹h⁻¹(图S .4)．然而，在21°C时，与15°C时相似的高核糖体含量和pMMO表达导致细胞V低得多_{马克斯(应用)}(无花果。4)，亦支持适合低温环境的pMMO。也许高温下低效率的pMMO是pMMO基因在高于8℃温度下整体较高表达的原因之一。

我们观察到在15°C时nadh生成的四氢甲蝶呤(H₄MPT)通路，用于C₁在甲醛氧化过程中转化为CO₂(无花果。3.)．这可能意味着更高的节能率。然而，氧化磷酸化在15°C没有一致的上调(图。3.)．相反，我们观察到在不同温度下，具有相同功能的不同酶系统的基因表达增加(例如，NADH脱氢酶复合体I的NUO和NQR版本)。同工酶，具有不同氨基酸序列的酶，催化相同的反应，以前被认为是微生物热驯化的重要组成部分[27，59］．然而，具有氧化磷酸化作用的不同功能相似但非同源酶系统的离散功能作用通常不被很好地理解[60］．

在15°C时，我们也观察到大量来自CH的基因上调₄通过核酮糖单磷酸途径(RuMP)果糖二磷酸分支1 (FBP 1)进行核苷酸生物合成的氧化(图。3.)．考虑到核苷酸是RNA的主要组成部分，这与15°C的高细胞RNA含量相匹配(图2)。2 b)．

核苷酸的生物合成、转录和翻译

核苷酸生物合成途径分别从三羧酸循环和RuMP接收前体2- oxo -戊二酸和d -核酮糖- 5p。我们观察到，在这两种前体的核苷酸生物合成所需的46个途径步骤中，有30个在15°C下上调，与RuMP上调核苷酸生物合成相匹配(图S .)8C:表C2)．在编码dna定向RNA聚合酶的基因中，只有β亚基，rpoB(α;rpoA,β^”；rpoC,β;rpoB)在15°C时上调(图S9C:表C3.)．组成RNA降解体的四种酶中的三种的基因;RNase E，烯醇化酶和Pnpase(多核苷酸磷酸化酶);在15°C时也上调(图S9)．只有一个基因编码依赖ATP的RNA解旋酶(rhlB)，在15°C时上调(尽管与8°C无关)，rhlE不是。此外，编码蛋白质折叠酶的基因(groE，groL,dnaK)在15°C时上调(图S9)．在15°C下，这些对转录、RNA降解和蛋白质折叠的投资增加与小亚基(SSU)和大亚基(LSU)核糖体蛋白基因的整体上调相匹配，在15°C下，29个LSU蛋白中有15个和19个SSU蛋白中有14个的表达显著升高(图2)。4C:表C4)．在15°C相对于其他温度下，许多单个氨基酸生物合成途径步骤的基因上调(79步中的43步)进一步支持了这一点(图S10C:表C5)．这些发现与之前对基因翻译、氨基酸生物合成、核苷酸代谢和蛋白质代谢的转录调节的观察结果一致大肠杆菌暴露在不断变化的温度下[61，62］．这些基因的上调m . tundripaludumSV96^T仅在15°C下观察(图。4,年代8,年代9,年代10)，而在15°C和21°C时发现了相似的细胞rRNA浓度(图。2)．因此，似乎要在15°C和21°C保持相似的细胞rRNA浓度和相似的生长速率，细胞必须以不同的方式调整其基因表达。在这种情况下，重要的是要注意，蛋白质生物合成机制基因在15°C的整体上调也并不意味着我们在15°C发现了最高的蛋白质合成速率。原因是所有的合成速度，包括核糖体和蛋白质的合成，都直接受到温度的影响[58］．然而，这确实意味着在15°C下，相对于在没有上调的情况下，在15°C下获得的蛋白质生物合成速率更高。这种催化补偿是有代价的。这可能是CH下生长效率较低的原因之一₄饱和度在15°C，相对于21°C(图。1和S4)．也许在15°C和21°C时，相似的细胞rRNA浓度和生长速率只是由于细胞CH的增加₄在15°C的温度下消耗更多的蛋白质生物合成。低温下的催化补偿也被观察到，例如，在ATP合成和CO的上调₂RuBisCO在细菌和植物中的固定[34，63]，并被认为是细菌对土壤变暖的反应的一部分[42］．

糖原存储

已知有几种细菌储存多余的碳和能量，例如糖原或PHA [64]，而温度对储存的影响已在之前观察到[37］．的转录组m . tundripaludumSV96^T对于碳储存途径基因，我们确定了从CH开始的所有步骤₄氧化，通过初始步骤的RuMP-FBP(图;3.)，到糖原合成(图。5C:表C6)．从甲醛开始，在8°C和15°C下，产生糖原所需的8个步骤中的6个的基因被上调(图。5)．然而，对于由1,4-葡聚糖分支酶(EC: 2.4.1.18)催化的从直链淀粉到糖原的最后一步，我们计算了两个基因副本。这些拷贝以与温度相反的模式表达(图2)。5)，表明这是糖原合成的重要调节步骤。这也使我们质疑表达模式是否真的意味着糖原合成在低温下上调。因此，在后续实验中，在指数期(与转录组学中收获的细胞的生理状态相同)收获细胞，以测量细胞糖原。我们可以发现，细胞在21°C时积累的糖原浓度最高，其次是27°C、15°C和8°C(图2)。5 bB:表B14)．因此，我们的测量结果只匹配了编码1,4- α -葡聚糖分支酶的一个基因拷贝的转录模式，而不是该途径中基因的整体表达模式(图4)。5)．

生长、细胞膜、细胞壁和胞外多糖的调节

在观察了几个中心细胞机制对不同温度的调整后，我们调查了那些与生长最直接相关的功能。FtsZ是参与细菌细胞分裂的关键细胞骨架蛋白，在分裂位点形成收缩结构z环[65，66］．FtsZ及相关蛋白的相对基因表达模式反映了不同温度下培养物的生长速度，15℃和21℃表达量相近，8℃和27℃表达量较低(图S .)11C:表C7)．这进一步对应于15°C和21°C下细胞壁合成基因的上调(图S12个一个C:表C8)．在27°C时，我们观察到胞外多糖基因的强烈上调(图S12个一个C:表C8)．作为m . tundripaludumSV96^T生长温度不得高于30°C [47]，这些反应可能反映了在高温下生存所需的调整。胞外多糖表达的增加通常与次优条件有关，包括超出生长最佳范围的温度[67，68]并可作为微生物的低温保护剂[69］．外多糖还被认为通过加强细胞的结构完整性来保护细胞免受高温的影响[69］．相反，脂肪酸去饱和以增加膜流动性是暴露在低温下的细菌的常见反应，例如，[31，70］．相应的，我们观察到脂肪酸去饱和酶显著上调(desA)在8°C和15°C，相对于21°C和27°C(图S12 bC:表C8)．

热适应的影响

在本研究中，我们展示了广泛分布的甲烷营养菌属的三个成员不同的热适应策略Methylobacter．我们还证明了温度对生长和CH的影响₄消费量取决于CH₄浓度，还有CH₄氧化速率与温度和生长无关。这意味着在某些情况下，较高的温度可以导致更有效地生长甲烷养菌，从而氧化更少的CH₄每个单元格随时间变化。如果这种甲烷养菌的生长应进一步受到例如养分或氧气限制的抑制，则升高温度可能导致CH降低₄在一些生态系统中，氧化率很高，尽管微生物本身更适应更高的温度。这些反直觉的见解可以解释为什么温度对CH有影响₄自然界中的氧化率变化很大。此外，我们还对CH热驯化背后的生理调节提供了见解₄氧化而生长，专注于m . tundripaludumSV96^T．这些生理调节包括细胞大小、蛋白质生物合成机制、糖原储存、细胞分裂和胞外多糖表达的变化。

考虑到全球气温变化的规模，包括日、季节和长期气候变化，甲烷养菌的热驯化可能对全球CH产生相当大的影响₄骑自行车。我们证明了温度对CH₄消耗与不同菌株在热适应过程中如何调整其生理直接相关。此外，热适应策略和温度对CH的影响存在较大差异₄菌株之间的消耗也表明，群落的变化可能对生物CH的大小产生重大影响₄下沉。

文化

在种群培养维护、预培养和实验过程中，m . tundripaludumSV96^T［47),Methylobactersp. G7(未发表)，以及Methylobacter危害ACM 3304^T［71]在pH为6.8的微量硝酸盐盐(NMS)培养基中培养[72](参见[73]用于微量元素溶液)。看到补充信息(SI)方法部分，小节“文化”的更多信息。

适应环境

在驯化过程中，将细胞培养在NMS培养基中，空气浓度为~80%，CH浓度为~20%₄(100% CH₄在8、15、21和27°C (m . tundripaludumSV96^T而且m .危害ACM 3304^T)，或4、8、15及21℃(Methylobacter(图S . G72)．培养物的驯化时间通常超过10代(7-12天)。在驯化和实验期间，培养物以50转/分钟的速度在水平位置摇晃。在150 rpm转速下进行了一些控制实验，以测试对传质限制的影响。有关更多信息，请参阅SI方法小节“适应”。

振动速度和传质限制

由于底物溶解度低，消耗气体的菌株可以经历传质限制。参见SI方法，小节“震动速度和传质限制”。，以了解更多关于我们如何解释传质限制的信息。

细胞生长实验

从驯化指数相的样本m . tundripaludumSV96^T培养(75 ml)，密度为1-3 × 10⁷细胞毫升⁻¹每个温度22毫升转移到三个125毫升的玻璃瓶中。然后准备瓶顶空间的80%空气和20% CH₄压力为1.3 atm。这导致溶解的CH为0.36-0.51 mM₄，视温度而定，高于CH的阈值₄饱和的m . tundripaludumSV96^T在这个密度(0.1 mM CH₄；无花果。4 b)．在8、15、21和27°C和50 rpm的条件下孵育瓶子(图S2)或150转(图S2 e)长达36小时。参见SD B:表B11B16每个实验的孵育时间和采样时间点。在时间零和各自的采样间隔，将300 μ L细胞悬液(一式两份)转移到Nunclon Delta Surface plate (Thermo Scientific, Waltham, MA, USA)，并在600 nm(稀释的NMS介质为空白)下测量光密度(Spectra Max 250 microplate reader, Molecular Devices, San José， CA, USA)。用于光密度测量(OD₆₀₀)，从测量值中减去空白。

CH₄氧化动力学和生长动力学

密度为5 × 10的驯化指数相培养的子样品⁷细胞毫升⁻¹用125 mL玻璃瓶(21.6 mL)对CH₄七种不同CH的氧化速率和生长速率₄浓度和四种不同的温度(8、15、21和27°C)m .危害ACM 3304^T而且m . tundripaludumSV96^T4、8、15、21℃Methylobactersp。七国集团(G7))。七个CH中的每一个我们都用了三个等分₄浓度，每个温度总共21瓶。在四种温度下，每个菌株总共有84瓶(图S2A, B, C, F, G)．对于每个温度，每个CH制备两个阴性对照(无细胞培养基)，装在125 mL玻璃瓶中₄浓度(每个菌株共56个阴性对照)。阴性对照均未显示非生物性CH₄消耗或泄漏。生成7个不同的CH₄浓度，七体积(200µL;600µL;1、5毫升;3毫升;6毫升;12毫升;15毫升)100% CH₄使用塑料注射器(BD Plastipak, Franklin Lakes, NJ, USA)和无菌0.5 × 16毫米针头(BD Microlance, Franklin Lakes, NJ, USA)从多层聚丙烯气囊(RESTEK, Bad Homburd vor der Höhe, Germany)中注射。CH的最终顶空浓度₄在1000到130,000 p.p.m.v.之间，而CH的溶解浓度₄范围在1.5到260µM之间，也取决于温度。然后，通过注入额外的空气量，将瓶中的气体压力调整到20°C下的总顶空压力~1.3 atm。参见SI方法，小节“CH”₄氧化动力学和生长动力学”以获取更多信息。

糖原量化

细胞在20% CH条件下驯化培养₄在空气中如上所述。5个复制瓶，20ml培养物和20% CH₄在空气中，每温度在黑暗中摇50转，5瓶，起始细胞浓度为~1 × 10⁷细胞毫升⁻¹5个密度为~1 × 10⁸细胞毫升^－1．在15°C和21°C下培养48小时足以达到高密度指数生长阶段，在27°C和8°C下分别需要60和90小时才能达到相同的细胞密度。在收获过程中，从密集培养物中抽取2ml培养物进行糖原测量，从稀释培养物中抽取10ml培养物进行糖原测量。样品按照制造商的建议进行处理(糖原测定试剂盒，ab65620, Abcam, Cambridge, UK)。糖原定量使用平板阅读器(GloMax Explorer, Promega, Madison, WI, USA)。更多信息请参见SI方法小节“糖原定量”。

OD600到单元数的转换和单元大小

为了使速率与细胞数归一化，使用与光密度(OD)相关的标准曲线₆₀₀)到细胞数量的变化:m . tundripaludumSV96^T，m .危害ACM 3304^T而且Methylobacter对于尺寸估计，使用Carl Zeiss AxioObserver Z1与100倍物镜和Bright-Field进行可视化，并使用AxioVision SE64 Rel 4.9.1软件中提供的尺寸估计工具进行测量。如前所述，通过将培养物驯化至8和21°C来制备用于大小估计的培养物，然后进行培养至指数阶段并收获用于大小估计。有关更多信息，请参阅SI方法，小节“OD600到细胞数的转换和细胞大小”。

计算

在指数增长期间，具体增长率计算为光密度对时间的自然对数的斜率。CH的混合比例₄和有限公司₂通过与认证标准的比较计算。大量的顶空和溶解的CH₄及CO总量₂由CH在不同温度下的混合比例计算₄和有限公司₂利用亨利定律，假设一个理想状态，知道环境压力，温度，瓶顶空间体积，顶空间压力，液体体积，以及气体各自的温度依赖性溶解度常数。所有计算都考虑了去除气体和液体进行测量。我们计算了CH₄氧化和一氧化碳₂线性模型斜率的产量拟合到实验期间测量的浓度，并调整到培养细胞的数量。生长效率是通过乘以特定的生长(细胞分裂细胞⁻¹h⁻¹)率10⁸然后除以CH₄氧化速率(µmol CH₄氧化10⁸细胞⁻¹h⁻¹)以每µmol CH给予细胞分裂₄氧化了。用于估计生长效率的数据是非线性Michaelis-Menten回归模型中每个测量时间点的预测值。有关具体增长率的估计，CH₄CH的氧化和生长效率₄饱和,V_{马克斯(应用)}使用从Michaelis-Menten动力学模型预测的值(见下文V_{马克斯(应用)}估计)。有关更多信息，请参阅SI方法小节“计算”。

生理数据统计

参见SI方法小节“生理数据的统计”，以获得所使用方法的完整描述。

RNA和DNA提取，测序

六种文化m . tundripaludumSV96^T在8°C、15°C、21°C或27°C的温度下进行驯化。驯化后，将培养物培养到足够的细胞密度，以指数期生长提取。在8°和27°C下培养36小时，在15°和21°C下培养16小时，然后收集RNA和DNA提取。更多信息请参见SI方法，小节“RNA和DNA提取和测序”。

计算分析

参见SI方法小节“计算分析”，以获得用于分析转录组的方法的完整描述。

地图

请参阅SI方法小节“地图”以获得所使用方法的完整描述。